您當前的位置：檢測資訊 > 實驗管理
嘉峪檢測網 2025-03-31 08:34
1. 實驗原理
小鼠心臟灌流實驗是通過血液循環系統將固定液或生理鹽水注入體循環，以清除血液并固定組織的實驗方法。這種方法可以有效去除血液對后續實驗（如組織切片、免疫染色、基因測序等）的干擾，同時保持組織的形態和結構。
2. 實驗材料
耗材：1 mL注射器、 輸液器針頭、止血鉗、鑷子、剪刀、導管、解剖工具（如眼科鑷、精細剪等）
試劑：生理鹽水、固定液（4%多聚甲醛）、麻醉劑（三溴乙醇）
設備：蠕動泵、解剖臺
3 實驗步驟
實驗流程：麻醉小鼠→固定小鼠→打開胸腔→生理鹽水灌流→固定液灌流→組織取材
3.1 麻醉小鼠
量小鼠體重，按0.2 mL/10 g注射三溴乙醇（1.25%），一般一只小鼠0.6 mL左右，通常在5 min內完全麻醉，麻醉效果可維持30 min。
3.2 固定小鼠
確認小鼠進入深度麻醉狀態（捏尾尖或腳趾無反應），將小鼠四肢（掌根、腳跟）固定在解剖臺上，注意固定緊實，不然小鼠劇烈掙扎容易松動。
3.3 打開胸腔
打濕腹部毛發，用鑷子提起腹部的皮毛，用剪刀剪開腹部（注意不要剪到器和腸道），剪開橫隔膜（避免剪到肺臟），剪斷肋骨，充分暴露心臟。
3.4 生理鹽水灌流
剪開右心耳，輸液器針頭從心尖刺入左心室， 以15 mL/min的流速灌注生理鹽水，持續約3 min。
3.5 固定液灌流
觀察肝臟、爪子是否變白，若變白表示血液已清除，再灌流生理鹽水1 min左右更換固定液（4%多聚甲醛）。以大約10 mL/min的速度灌注固定液，持續約5 min。觀察小鼠肌肉收縮、尾巴擺動等現象，若觀察到肌肉收縮、尾巴擺動就表示灌流環路是暢通的。
3.6 組織取材
等待小鼠肝臟和四肢變硬后表示灌流完成，小心剪取需要的組織，若表面有殘留的血液，用生理鹽水沖洗干凈，之后轉移到固定液（4%多聚甲醛）中，建議保存時間不要超過1周，避免后續實驗組織自發熒光增強。
4. 注意事項
進針方向，在左心室進針時，需確保針頭進入左心室而非右心室，避免刺穿心室間隔。
灌流速度，灌流速度不宜過快，以免灌流液進入肺臟。
組織保存，灌流后的組織需及時放入4℃固定液中保存，防止組織降解。
注意是要進行體循環，肺循環會導致血液在體內的殘留，沒有體循環效果好。
附：體循環路徑：左心室 →主動脈→全身各級動脈→毛細血管網→各級靜脈→上、下腔靜脈→右心房
肺循環路徑：右心室→肺動脈→肺部毛細血管網→肺靜脈→左心房
5. 參考資料
[1] 黃維,楊曉蘭,馬育,等.交聯瓊脂包嵌凹凸棒微囊重復大鼠血液灌流中生物相容性的初探[J].第三軍醫大學學報,2003,(12):1079-1081.
[2] Rana A, Massa PT, Chen XJ. A Gravity-Fed Transcardial Perfusion Method for Histologic Analysis of the Mouse Central Nervous System. J Vis Exp. 2022;(179):10.3791/63386.
來源：實驗老司機
